Proizvodnja orhideje “in vitro”

Unapređenje protokola za mikropropagaciju
Phalaenopsis sp. direktnom regeneracijom
izdanaka iz nodusnih reznica

Izvod
 U radu je uspešno ispitana mogućnost modifikacije protokola mi-
kropropagacije Phalaenopsis sp. sa ciljem pojednostavljenja samog postupka
uz smanjenje troškova. Rezultati istraživanja su pokazali da se pojedine
komponente podloge (ekstrat tečnog endosperma kokosovog oraha, glutamin
i morfolin-etan sulfonska kiselina) mogu izostaviti, a pojedine, kao što
je pepton mogu zameniti dostupnijim i jeftinijim (sojino brašno) bez gu-
bitka na kvalitetu proizvedenih biljaka. Faktor multiplikacije u radu je
iznosio 7,6 izdanaka po eksplantatu nakon 150 dana gajenja u kulturi in vitro,
a istovremeno na istoj hranljivoj podlozi 60% eksplantata je obrazovalo
korenov sistem koji je uglavnom bio dobro razvijen.

Uvod
Mikropropagacija predstavlja metodu vegetativnog razmnožavanja čijom
primenom se iz malih delova biljaka (embrioni, seme, pupoljci, apikalni
meristem, kalus, pojedinačne ćelije) na veštačkim hranjivim podlogama,
u sterilnim uslovima regenerišu nove biljke. Ona omogućava dobijanje
visokokvalitetnog i zdravog sadnog materijala u kratkom vremenskom periodu,
jer se proizvodnja odvija u kontrolisanim uslovima, ne postoji zavisnost od
godišnjih doba, velika je ušteda na prostoru i vremenu neophodnom za gajenje,
potrebna je mala količina inicijalnog biljnog materijala zbog čega se ne moraju
formirati veliki matičnjaci, a koeficijent multiplikacije je visok. Međutim,
ova metoda ima i svojih nedostataka među kojima su najznačajniji velika početna
ulaganja za opremanje laboratorije i velika cena rada visoko kvalifikovane radne
snage. (D ol e , W i l k i n s , 2004, G r b i ć, 2004, M i š i ć, 2004).

Danas se mikropropagacija koristi u masovnoj proizvodnji mnogih
komercijalno značajnih taksona, a veliki broj njih se masovno razmnožava
isključivo metodom mikropropagacije. Među njima su kultivari cvetno deko-
rativnih biljaka koji pripadaju rodovima Lilium sp., Gerbera sp., Alstroemeria sp.,
Anthurium sp., familiji Orchidaceae, kao i brojni lisnodekorativni taksoni (D ol e ,
Wi l k i n s , 2004).

U komercijalnoj proizvodnji mikropropagacija prvi put počinje da se
koristi prilikom vegetativnog razmnožavanja orhideja, šezdesetih godina pro-
šlog veka (P i e r i k , 1990). U ex vitro uslovima pri vegetativnom razmnožavanju
orhideja, bi bilo potrebno i do deset godina da se dobije nova biljka, a generativno
razmnožavanje bi bilo veoma otežano jer je seme sitno, bez endosperma i da biklijalo neophodno je prisustvo simbiotskih gljiva koje obezbeđuju neophodne hranljive materije (P i e r i k , 1990). Zbog toga je kultura tkiva jedini način
koji se može efikasno koristiti u razmnožavanju orhideja. Do danas, veliki
broj istraživača se bavio iznalaženjem optimalnih uslova mikropropagacije
različitih vrsta orhideja, koristeći hranljive podloge različitog sastava i
različite tipove eksplanata (meristem, listove, segmente stabljika, itd.) kako
bi proces dobijanja ujednačenih i kvalitetnih biljaka bio što jednostavniji
(Ti s s e r a t , Jo n e s , 1999).

Među komercijalno značajnim rodovima orhideja je i Phalenopisis sp. koji je
ujedno i najmanje zahtevan u odnosu na ostale rodove koji se komercijalno gaje, a
njegova proizvodnja, odnosno čitav proces dobijanja biljaka sposobnih za plasman
je kraći (do 15 meseci) i jednostavniji u odnosu na Cymbidium, Dendrobium, Paphiopedilium,
Cattleya (preko 2 godine) (D ol e , Wi l i k i n s , 2004). Interesantno je da
je postupak mikropropagacije za Phalaenopsis razvijen kasnije u odnosu na druge
orhideje, početkom sedamdesetih godina prošlog veka, jer primena uobičajenih
protokola za orhideje je kod kultivara Phalaenopsis rezultirala somaklona-
lnim varijacijama (G r i e s b a c h , 2002). Ipak, istraživanje optimalnih uslova
razmnožavanja Phalaenopsis sp. kulturom tkiva nije izgubilo na aktuelnosti i do
danas su sprovedena brojna istraživanja vezana za mikropropagaciju kultivara
ovog roda, koristeći različite eksplante, među kojima su segmenti internodija
cvetnog stabla, segmenti listova, vrhovi korenova, aksilarni pupoljci na cvetnom
stablu (Ts e et al., 1971, R e i s i n g e r et al., 1976, To k u h a r a , M i i , 1993, A r r d i t t i ,
E r n s t , 1993, Ic h i h a s h i , 1997, I s h i i et al., 1998, Pa r k et al., 2002). Ko š i r et al. (2004)
preporučuju direktnu regeneraciju izdanaka iz nodusa cvetnih stabala kao metod
kojim se mogućnost pojave somaklonalnih varijacija svodi na minimum, pri tom
sprovodeći detaljna istraživanja koja su imala za cilj iznalaženje jednostavnog
protokola za pomenuti metod razmnožavanja. Međutim, postavlja se pitanje koliko
je primena rezultata koje su dobili K o š i r et al. (2004) komplikovana i skupa,
odnosno da li se njihov protokol može dodatno modifikovati tako da postane
dostupan i slabije opremljenim laboratorijama, bez velikih ulaganja. Na ovaj
način bi komercijalno razmnožavanje Phalaenopsis sp. bilo jednostavnije i ne bi
bilo dostupno samo usko specijalizovanim i skupim laboratorijama, već bi bilo
prihvatljivije za male proizvođače, kolekcionare i hobiste jer danas „kućno”
razmnožavanje pojedinih biljaka kulturom tkiva postaje sve popularnije (Home
tissue culture Group, 2012).

Mogućnost ekonomične proizvodnje ukrasnih biljaka kod nas putem
mikropropagacije, bez narušavanja kvaliteta i produktivnosti su ispitivali
G r b i ć i R a d a n ov (1992). Cilj njihovih istraživanja je bio, između ostalog i da
se pronađe ekonomičan način za osnivanje manjih laboratorija za kulturu tkiva
u okviru rasadnika i time omogući primena mikropropagacije u uslovima naše
rasadničke proizvodnje. Primenom rezultata njihovih istraživanja troškovi
osnivanja laboratorije su svedeni na neverovatnih 2% od sredstava potrebnih za
nabavku klasične opreme u doba objavljivanja rada.
Pored opreme, veliki značaj u mikropropagaciji ima složenost celog
postupka što dovodi do potrebe za za visoko kvalifikovanom radnom snagom.

Većina vrsta koje se razmnožavaju mikropropagacijom se mogu gajiti na standarnim
sterilnim podlogama sa dodatkom agara i makro i mikroelemenata, najčešće MS
rastvora mineralnih soli (Mu r a s h ig e , S ko o g , 1962), uz dodatak odgovarajućeg
balansa fitohormona (V i n t e r h a l t e r, V i n t e r h a l t e r, 1997). Međutim, sastav
hranljive podloge kod orhideja je nešto složeniji i obično uključuje i dodavanje
tečnog endosperma kokosovog oraha, peptona, kao i glutamina (Si n h a et al., 2007).
V i n t e r h a l t e r i V i n t e r h a l t e r (1997) navode da se neke komponente (kao što je
mioinozitol) dodaju u hranljive podloge često po automatizmu, jer su se pokazale
uspešnim kod drugih vrsta, što ne mora da znači da su neophodne i kod ispitivane
vrste. Vodeći se time, cilj naših istraživanja je bio da se ustanovi da li se
sastav hranljive podloge za razmnožavanje orhideja može pojednostaviti i da li
se njegovom modifikacijom mogu smanjiti troškovi. U tom smislu, ispitana je
mogućnost mikropropagacije odabranog kultivara Phalaenopsis ”Pink Butterfly” na
podlogama na kojima su izostavljeni tečni endosperm kokosovog oraha i glutamin,
a umesto peptona je na osnovu istraživanja vezanih za podloge za klijanje spora
gljiva upotrebljeno sojino brašno (R a d u l i ć, 1996). Takođe, saharoza koja je
dodavana u hranljive podloge nije bila pro analysi čistoće, već je korišćena deset
puta jeftinija saharoza namenjena ljudskoj ishrani koja je uglavnom zadovoljavajuće
čistoće za mikropropagaciju mnogih vrsta (T h o r p e et. al., 2008), ali ne postoje
podaci o njenom korišćenju prilikom razmnožavanja orhideja.

2. Materijal i metod rada
Za istraživanje je odabrana zdrava matična biljka Phalaenopsis ”Pink Butterfly”
koja je nabavljena u maloprodajnom objektu u Beogradu. Odabrana biljka je
imala obrazovana tri cvetna stabla sa kojih su uzeti pupoljci koji su korišćeni
kao inicijalni materijal za uspostavljanje kulture in vitro u novembru 2011.
godine. Sav materijal je bio poreklom od jedne matične biljke.
Sa cvetnih stabala su isecane nodusne reznice dužine oko 3 cm. Svaki
nodus je imao dormantan lateralni pupoljak sa kog je pažljivo uklonjena brakteja,
a zatim je izvršena površinska sterilizacija u 4% rastvoru NaOCl sa dodatkom
2-3 kapi preparata Tween 20. Sterilizacija je trajala 10 minuta, a zatim su reznice
isprane u laminarnoj komori 3 puta po dva minuta sterilnom destilovanom vodom
i postavljene na medijum. Prilikom postavljanja na medijum, krajevi reznica
dužine 5-7 mm su odsečeni.
Hranljiva podloga za multiplikaciju izdanaka je imala modifikovan
i pojednostavljen sastav. K o š i r et al. (2004) su testirali efekat nekoliko
medijuma koje različiti autori preporučuju za mikropropagaciju falenopsisa.
Najpovoljnije rezultate su dobili korišćenjem komercijalne podloge P 6793 koju
proizvodi Sigma (2011) (tabela 1). Vodeći se rezultatima njihovih istraživanja, kao i preporukama Si n h a et al. (2010) koristili smo podlogu koja je sadržala MS (Mu r a s h ig e , S ko o g , 1962) mineralne i organske komponente u upola
manjoj koncentraciji, kao i 2% saharozu, 8% agar, 2 g/L sojinog brašna (umesto
peptona) i 1,5 g/L aktivnog uglja, 2 mg/L BAP (benzil-aminopurin) i 0,5 mg/L
NAA (naftil-sirćetna kiselina) (tabela 1). Pre autoklaviranja na pritisku od
1,5 atm i temperaturi od 120º C u trajanju od 20 minuta, podešena je pH vrednost
medijuma na 5,3 dodavanjem 0,1 N HCl i 0,1 N NaOH. Nakon toga je podloga razlivena
u staklene posude, zapremine 120 mL, prečnika 3,5 cm, sa 30-35 mL po posudi koje
su zatvorene zatvaračima od gaze, vate i aluminijumske folije.
Kulture su gajene u sobnim uslovima, bez regulacije fotoperioda, pri
temperaturi koja se kretala između 20°C i 28°C. Trajanje subkulture je bilo 30 dana.
Nakon svake subkulture određen je broj izdanaka, kao i pojava ožiljavanja,
a dobijeni podaci su statistički analizirani u odgovarajućem statističkom
programu, pri čemu su određeni: standarna devijacija uzorka, standarna greška
aritmetičke sredine i koeficijent varijacije.

 


3. Rezultati sa diskusijom
Inicijalna faza je uspešno obavljena, svega 14,3% postavljenih reznica je
bilo kontaminirano (2 reznice od 14 postavljenih). Kontaminacija se ispoljila
posle 5-7 dana nakon postavljanja reznica, a kontaminirane reznice su ponovo
sterilisane i postavljene na svež medijum.
Nakon 20 dana po postavljanju kod svih reznica, uključujući i kontaminirane
(ponovo sterilisane) došlo je do proliferacije dormantnih pupoljaka, što se i
očekivalo u skladu sa rezultatima koje su dobili Košir et al. (2004). Pupoljci su
razvili kratke izdanke dužine oko 1 cm, koji su 30 dana od postavljanja odvojeni
od stabljike i postavljeni na svež medijum.

U drugoj subkulturi izdanci su razvili listove, 2-5 listova po
postavljenom eksplantatu, a kod pojedinih eksplantata u pazuhu listova je došlo
do proliferacije pupoljaka. Formirani busenovi su prebačeni na svež medijum,
a od treće subkulture, broj novih pupoljaka dužine preko 5 mm, koji se mogu
odvojiti od matičnog busena i postaviti na svež medijum je evidentiran. Podaci
dobijeni u trećoj, četvrtoj i petoj subkulturi prikazani su u tabeli 2. Zbog malog
broja eksplantata kao i zbog razlika u veličini i stepenu razvijenosti busenova,
navedene tri subkulture nisu mogle da se posmatraju kao ponavljanja eksperimenta,
pa je prilikom statističke obrade podataka određena samo standarna devijacija
uzorka, kao i standarna greška aritmetičke sredine i koeficijent varijacije.

Kao što se u tabeli 2 može videti broj novih izdanaka koji su se razvili iz
aksilarnih pupoljaka nakon 30 dana gajenja u kulturi in vitro dostigao je najviše
3, dok kod određenog broja izdanaka nije došlo do proliferacije pupoljaka.
Uglavnom su u pitanju mladi izdanci koji su odvojeni od matične biljke i tokom
subkulture su samo razvili listove.
Kao što se u tabeli 2 može videti broj novih izdanaka koji su se razvili iz
aksilarnih pupoljaka nakon 30 dana gajenja u kulturi in vitro dostigao je najviše
3, dok kod određenog broja izdanaka nije došlo do proliferacije pupoljaka.
Uglavnom su u pitanju mladi izdanci koji su odvojeni od matične biljke i tokom
subkulture su samo razvili listove.

Prosečan broj izdanaka je bio najmanji u trećoj subkulturi (1,3), a neznatno
viši u ostale dve, 1,5 i 1,4 respektivno. Dobijeni rezultat je sasvim zadovoljavajući
ako se uzme u obzir da su za 160 dana (5 subkultura) gajenja u kulturi in vitro K o š i r
et al. (2004) najpovoljniji rezultat dobili na P 6793 podlozi, od 14 eksplantata
ukupno 117 novih izdanaka (117/14 = 8,35 po eksplantatu). Za 5 subkultura (150
dana), sa faktorom multiplikacije 1,5 dobili bismo 7,6 novih izdanaka, što je
kada se uzme u obzir stepen modifikacije medijuma, kao i variranje temperature
i fotoperioda tokom rasta kultura, sasvim zadovoljavajuća vrednost, neznatno
niža od 8,35. Šta više, može se očekivati da su na ovaj način dobijene biljke već
tokom same mikropropagacije postepeno prilagođene na temperaturne oscilacije
i razlike u osvetljenosti čime će i njihova aklimatizacija biti lakša. U odnosu
na rezultate koje su K o š i r et al. (2004) dobili sa ostalim tipovima hranljivih
podloga, p rema p reporukama A r d i t t i i E r n s t (1993), T i s s e r a t i Jo n e s (1999),
rezultati prikazani u našem radu su daleko povoljniji.

Interesantno je da su izdanci tokom naših istraživanja, uprkos visokoj
koncentraciji BAP-a (2 mg/L) formirali korenove (slika 1). Korenovi su fo-
rmirani nakon 60 dana gajenja (2 subkulture), 1 – 4 korenova po eksplantatu, kod
60% postavljenih eksplantata. Dužina korenova se kretala od 1 – 5 cm. K o š i r et
al. (2004) su korenove kod malog broja biljaka dobili na podlozi P 6793, kao i na
podlozi koja je sadržala samo BAP (2 mg/L) bez auksina, a najveći broj eksplantata
u njihovom radu je regenerisao korenove na podlozi bez fitohormona. U poslednja
dva slučaja sastav podloge je bio isti (sa izuzetkom BAP-a), a razlikovao se od
podloge P 6793 prema sadržaju makro soli, pri čemu se značajna razlika ogledau znatnom smanjenju sadržaja gvožđa, FeSO4 x 7 H2O je potpuno izostavljen, a
koncentracija helata Na2EDTA x 2H2O smanjena, što je prisutno i u našem radu
gde je koncentracija FeSO4 x 7H2O i Na2EDTA x 2H2O upola niža u odnosu na P
6793 (tabela 1). Time se potvrđuje pretpostavka koju su izneli Košir et al., (2004)
da smanjenje sadržaja gvožđa u podlozi podstiče formiranje korenova prilikom
mikropropagacije falenopsisa.


4. Zaključak
Osnovni cilj naših istraživanja je postignut, uz smanjenje troškova
i pojednostavljenje sastava hranljive podloge dobijene su vitalne biljke, uz
relativno visok faktor multiplikacije.
Sojino brašno se može koristiti umesto peptona, a kokosovo mleko
(ekstrat tečnog endosperma), glutamin i morfolin-etan sulfonska kiselina se
mogu izostaviti u hranljivim podlogama za mikropropagaciju falenopsisa.
Takođe, umesto saharoze laboratorijske čistoće uspešno se može koristiti
saharoza namenjena ljudskoj ishrani čime se cena ove komponente smanjuje deset
puta.
Na formiranje korenova značajno utiče smanjenje koncentracije gvožđa
u hranljivoj podlozi, mada se preporučuje da se sprovedu dodatna istraživanja
koja bi uključila ispitivanje uticaja različitih koncentracija auksina na
ožiljavanje izdanaka.
Svakako da se na prikazani način ne može postići veliki obim i kvalitet
proizvodnje kakav se postiže u velikim komercijalnim laboratorijama u svetu, alije prikazani metod više nego koristan za male obime proizvodnje, gde su zahtevi
tržišta ograničeni, gde je hiperprodukcija ekonomski neopravdana i gde se za
relativno kratko vreme može dobiti potreban broj biljaka. Ne treba zaboraviti
ni manje značajnu prednost prikazane metode, koja zbog svoje jednostavnosti
doprinosi popularizaciji kulture tkiva, jer na prikazani način Phalaenopsis
mogu razmnožavati kolekcionari i uopšte ljudi kojima je cvećarstvo hobi.

autori:
Marija Marković
Miloš Tanasić
Nevena Stojić
Radivoje Bulatović
Marta Jović
Slobodan Vidojković
Dušan Stanković

UDK: 635.9:582.594:581.165.7
Originalni naučni rad
DOI: 10.2298/GSF1206141M
http://glasnik.sfb.bg.ac.rs/prikazi_clanak.php?id=1262

Bioekološka osnova parka Topčider

Pejzažna arhitektura nije samo uređenje okućnica kako to mnogi doživljavaju. Pejzažna arhitektura je mnogo više od toga.
Često se srećemo sa veoma velikim projektnim zadacima koji traže ogromno zalaganje i pogled na mnogo širi kontekst.
Na primeru izrade bioekološke osnove Topčiderskog parka, pokazaćemo, na šta pejzažna arhitektura treba da odgovori pre pristupanja projektovanju.

Seminarski rad iz predmeta negovanje zelenih površina

Autori:
Nevena Davidović
Tijana Mišić
Danijel Bakočević
Matija Vargić
Radivoje Bulatović

Preuzimanje

Laboratorijsko ispitivanje zemljišta


*UZIMANJE UZORKA ZEMLJIŠTA ZA LABORATORIJSKO ISTRAŽIVANJE

 

Da bi se utvrdile osobine nekog zemljišta, prvo se na terenu otvara pedološki profil, da bi se iz više horizonata uzeli uzorci.
Pedološki profil se otvara tako što se iskopa rupa vertikalno na dole u koju čovrk može nesmetano da uđe. Jedna ivica se izravna kako bi se mogli odrediti slojevi zemljišta.
Od toga kakva istraživanja vršimo, zavisi koliko ćemo uzoraka i na koji način uzeti sa terena.

 

Nenarušeno stanje zemljišta

Za određivanje količine pora u zemljištu gde je jako bitno da se ne naruše fizičke osobine i prirodna poroznost, neophodno je uzeti uzorak u nenarušenom stanju.
Za to se koriste cilindri po Kopeckom.

Cilindri po Kopeckom su metalne cevi,određene zapremine uglavnom ( 100 sm3 i 1000 cm3) koji na jednoj strani imaju oštru ivicu koja služi da cilindar lakše prolazi kroz zemljište. Cilindri sa obe strane imaju svoj poklopac i mrežicu odgovarajućeg prečnika. Kada se uzima uzorak, cilindar se svojom oštrom ivicom postavi ka zemljištu i odozgo lagano čekićem udara da porđe kroz zemlju,zatim se opkopa zemlja oko cilindra da bi se uzorak mogao lakše odvojiti. Sa obe strane cilindra se izravna uzorak i poklopi mrežicom i poklopcem.
Zatim se cilindri obeležavaju i pakuju u poseban kofer koji je napravljen tako da cilindri u njemu ne mogu da se pomeraju i na taj način naruše prirodno stanje zemljišta.

 

Narušeno stanje zemljišta

Kada se ispituju fizičke, hemijske i biološke osobine koje nisu direktno vezane za poroznost zemljišta, uzorak se može uzeti u narušenom stanju.
Uzorci se uzimaju iz svih horizonaza, tako što se ašovčićem zagrebe zemlja odozdo na gore pa se zemlja nakupljena na ašovu sipa u platnene kese.
U kesu se zatim stavlja papir sa podacima o lokalitetu, broju uzorka sa tog lokaliteta, dubina sa koje je uzet uzorak i datum.
Tako uzeti uzorci se otpremaju u laboratoriju gde je potrebno dovesti ih u stanje pogodno za dalje ispitivanje.

 

Pripremanje uzorka

Sušenje uzorka:

Uzorak se ostavlja u prostoriju zaštićenu od uticaja prašine i raznih gasova, na sobnoj temperaturi od 20 do 30 stepeni Celzijusa.
Sušenjem uzorka na ovaj način dobija se vazdušno suvi uzorak.

 

Uzimanje srednje probe:
Meša se zemlja i odbacuje se višak.

pedologija

Sitnjenje i prosejavanje uzorka:

Uzorak se prosejava na granulaciju do 2mm, pomoću sita a sve što je krupnije od 2mm je skelet.
Skeletno zemljište je ono koje sadrži preko 50% skeleta.
Skeletoidno 25 – 50% skeleta.

Skladištenje uzorka:
Uzorak se čuva u papirnim kesama ili u zatamnjenim staklenim teglama

 

 

ISTRAŽIVANJE FIZIČKIH OSOBINA ZEMNJIŠTA U LABORATORIJI

 

Higroskopna voda:

Higroskopna voda je oblik vode u zemljištu, koja se vezuje za površinu koloidnih čestica zemljišta
Koloidi su spljošteni, negativno naelektrisani, privlače molekule vode.

koloidna_voda
Higroskopna voda, u zenljištu se kreće u gasoviton stanju.
Kada temperatura raste, molekuli higroskopne vode se odvajaju od koloida i isparavaju u atmosferu.

*Količina higroskopne vode se izražava u procentima.

Ona zavisi od:

1) temperature i relativne vlage

2) vrste i kolišine koloida u zenljištu

 

H – HIGROSKOPNA VODA

a – TEŽINA VEGIGLASA

 

*TAČNOST SE IZRAŽAVA U 4 DECIMALE.

Postupak za određivanje

Zapiše se težina vegiglasa (A = 33.9270g)

a+10 grama zemlje.
Suši se 6 – 8h na 105 stepeni Celzijusa, zatim se uzorak stavlja u egzikator, ponovo semeri težina.
To se ponavlja dok se u dva uzastopna merenja ne dobije ista tešina.
Dobijena težina se obeležava sa (s)
Razlika u težini pre i posle sušenja (S – d) je količina higroskopne vode.

1g = 100cg = 1000mg

što znači da je

1mg = 0.01cg = 0.001g

 

Vodni kapacitet:

Vodni kapacitet je ukupna količina vode, koju zemljište može da primi,zadrži i otpusti, nezavisno od sile zemljine teže.

– momentalna vlažnost (MOV)

– kapilarni vodni kapacitet (KVK)

– poljski vodni kapacitet (PVK)

– korisni vodni kapacitet (OVK)

– maksimalni vodni kapacitet (MAXVK)

– kišni vodni kapacitet (KiVK)

vrednosti se izražavaju u procentima

 

Momentalni kapacitet je vodni kapacitet zemljišta, u momentu određivanja.

– Uzorak se uzima u cilindar po Popecku, meri se i dobijamo veličinu (TMV) u gramima. Uzorak sušimo na 105 stepeni Celzijusa, da bi smo dobili apsolutno suvi uzorak. Na osnovu razlike u težini uzorka i apsolutno suvog uzorka dobijamo podatak koliki je „momentalni kapacitet“

Kapilarni vodni kapacitet predstavlja zemljište kada su sve pore zemljišta ispunjene vodom.

(KVK)= kapilarna poroznost

Postupak određivanja(KVK)

U petri šolju se stavi plastična pločica obavijena filter papirom. U posudu se sipa voda da ne prekriva gornji deo ploče, na koju se stavi cilindar. Cilindar se ostavlja da donjim delom upija vodu, sve dok se na površini ne pojave kapljice, što znači da su pore zasićene vodom. Cilindar se zatim obriše i meri. Obeleži se sa (TAV)- težina uzorka zasićenog vodom. Zatim se cilindar sa zemljom suši do apsolutno suvog stanja. To se obeležava sa Ts.

(KVK) se izražava u procentima a izračunava se preko jednaljine

 

Poljski vodni kapacitet (PVK) je ona količina vode koja se nalazi u zemljištu posle dužeg padanja kiše ili obilnog zalivanja.

Postupak za određivanje (PVK):
Izvesno vreme posle padavina, kada otekne gravitaciona voda otvara se pedološki profil i uzimaju se uzorci u cilindre po Kopeckom. Određuje se momentalna vlaga koja je jednaka PVK.
PVK se izračunava u procentima.

 

Korisni vodni kapacitet

Je ukupna količina vode dostupne biljkama
Određuje se računanjem Kovk = pvk – mv (%)

 

Maksimalni vodni kapacitet

Zemljište ispunjeno do maksimalnog vodnog kapaciteta kada su sve pore iz šupljine ispunjene vodom. U takvim slučajevima zemljište nema vazduha pa dolazi do nepovoljnog uticaja na rast korena biljke

 

Kišni vodni kapacitet

Je kapacitet zemljišta izražen u milimetrima vodenog taloga 1ml taloga = 1l / m2

 

Autor: Radivoje Bulatović

Uticaj kalifornijskih glista na kvalitet zemljišta

*(Lumbricidiae – familija glista)
*(CALIFORNION RED WORM – kalifornijska glista)

Gliste su stanovnici površinskog sloja zemlje.

Ako zemljište nema glista

• smanjiće se plodni sloj zemljišta
• priroda će biti zagađena
• nasraće nedostatak proteinskog brašna

Gliste su od davnina bile poznate čoveku kao dragoceni prerađivači organske materije.
Još su stari Egipćani pre 5000 godina uvideli da je dolina Nila plodna, između ostalog, zbog velike koncentracije glista, pa gliste proglašavaju zaštićenim životinjama.
Znatno kasnije, engleski prirodnjak Gilbert Vajt, uradio je istraživanje plodnost zemljišta u odnosu na koncentraciju glista i zaključio da one imaju itekako veliki uticaj na fizičke i hemijske osobine površinskog sloja zemlje.
U 19.veku, Čarls Darvin glistama posvećuje više godina naučno-istraživačkog rada i dokazuje de je površinski sloj zemljišta, od svog nastanka do danas, više puta prošao kroz utrobu glista.
On objaljuje do danas naj obimniju studiju o glistama pod nazivom „NASTAJANJE PLODNE ZEMLJE DELOVANJEM GLISTA SA SVESTRANIM OSMATRANJEM NJIHOVIH NAVIKA I PONAŠANJA”.
1906. godine, Teksašanin Džordž Sefild, Darvinova saznanja o glistama primenjuje u praksi počinje komercijalno da uzgaja gliste
CRVENA KALIFORNIJSKA GLISTA
(CALIFORNION RED WORM)

kalifornijska glista

Kalifornijska glista je stvorena na Kalifornijskom državnom univerzitetu Berkleju.
Ona nije hibrid, samo su pobojšane neke njene karakteristike:
Veća plodnost, češće razmnožavanje, smanjen radijus kretanja, smanjeno izlučivanje neprijatnog mirisa

Micelova skala za merenje biološke vrednosti namirnica pokazuje da teletina u sebi sadrži 62%, proteina, riblje brašno 55%, soja 36% a Gliste 61,3%

*Glistenjak je prerađeno organsko đubrivo uz pomoć glista

Humus:
Upotrebom veštačkog đubriva, smanjuje se količina prirodnog humusa

Glistenjak prosečnog kvaliteta sadrži:

• 11 puta više kalijuma
• 7 puta više fosfora
• 5 puta više nitrata
• 3 puta više magnezijuma

Što znači da je glistenjak pet puta kvalitetniji od običnog stajnjaka.
Može se koristiti kao osnovno organsko đubrivo, ili za pravljenje hranljive smeše za proizvodnju cveća, povrća, rasada, za ožiljavanje reznica…

Glistenjak sadrži veliku količinu humusa ( i do 25% )

Sadrži do:
• 2,400mg / 100g fosfora
• 1,400mg / 100g kalijuma
• ( cink, magnezijum, bakar, gvožđe )
ali je siromašniji u mineralnom azotu ( 1 – 1,7%)

Osim izuzetno povoljnih hemijskih osobina, glistenjak ima i visok mikrobiološki naboj što znači i bržu razgradnju organske materije kao i bolje iskorišćavanje hraniva

Kao osnovno đubrivo, glistenjak se koristi u količini od 0,2 – 5kg/m2, dok se za pravljenje kvalitetnog supstrata meša se zemljom: sa siromašnom 1:6 a sa plodnom 1:10.

Glistenjak je nezamenljiv u proizvodnji zdrave hrane jer prema istraživanjima, biljke tretirane glistenjakom , sadrže i do sedam puta više vitamina (S) od onih koje su tretirane veštačkim đubrivom

• ŠARGAREPA …………….. 5,5
• PASULJ………………………. 4,2
• PAPRIKA………………….. 2,1
• PARADAJZ…………………. 2,1
• KROMPIR………………….. 3,2
• JAGODA……………………… 1,7
• JABUKA……………………… 6,4
• KRUŠKA……………………. 7,0

 

Uzgoj

glistenjak

Osnovna jedinica za uzgoj glista je leglo.
Leglo sadrži oko100.000 glista, od toga 20.000 do 30.000 polno zrelih glista a ostatak čine kokoni i mlade gliste. Leglo je veličine 100 h 200 h 25sm. Jedno standardno leglo je svakih 100 dana spremno da bude podeljeno na nova.

Prirodno stanište glista su deponije organskog otpada ili stajskog đubriva.
Zahvaljujući fermentima koje luče, dobro razgrađuju belančevone pa tako sprečavaju širenje neprijatnih mirisa.
Kao podloga za uzgajanje glista mogu da se koriste: goveđe, svinjsko, konjsko, kozije, ovčije…đubrivo
Prava poslastica glistama je karton ali se može dodavati i mleveni treset, lišće, piljevina, sitna slama, ljuske od jaja otpaci od prerade iz poljoprivrede ali im prija i soc od kafe.

Leglo treba biti konstantno vlažno a optimum je oko 80% vlažnosti. Ukoliko nema dovoljno vlage u podlozi, ona najpre smanjuju svoju aktivnost a dešava se i da napuste to stanište.
Ne odgovara im ni previše vlažno stanište jer u takvoj sredini nema dovoljno kiseonika.

Prema literaturi, optimalna temperatura za uzgoj glista je oko 20 stepeni a niske i previsoke temperature mogu biti pogubne mada prema sopstvenim iskustvima tvrdim da su veoma otporna na ekstreme.
Kokoni (jaja) gliste mogu da podnesu temperature ispod -20 stepeni.

Kokoni su otporni i na sušu i na vreme, pa je poznat primer da su se iz glistenjaka koji je više godina stajao u suvoj prostoriji pri kvašenju izlegle gliste
Gliste su osetljive na kiselost podloge. Najbolje je da podloga bude neutralne reakcije (pH 6,5 – 7,5)
Neprijatelji glista su krtice, miševi, ptice, živina, stonoge, mravi, hrčkovi, rovci ali i ribolovci.

Ekološki značaj

Jedan stanovnik dnevno proizvede 800g gradskog otpada i 360g organskog otada.
Daklem godišnje jedan čovek proizvede oko 131 kg organskog otpada. Jedno leglo godišnje razloži oko 2t organskog otpada.
Što znači da je za grad od 100.000 stanovnika potrebno 6.500 legala, da bi se sav organski otpad pretvotio u 7884 t. korisnog đubriva.

Višestruki znašaj glista

Pored toga što su indikatori plodnog zemljišta, prerađivači organske materije, i što neutrališu neprijatne mirise belančevina, gliste prolaskom kroz zemlju prave kanale, usitnjavaju je i mešaju što veoma pogodno utiče na vodno-vazdušni režim i to sve zajedno na povoljan razvoj biljaka.

Moja iskustva

Prema mojim iskustvima, biljke koje su tretirane glistenjakom, mnogo se brže i bolje razvijaju, zdravije su i otpornije na sušu, listovi su krupniji nego kod biljaka tretiranih drugim đubrivima, tamno zeleni, jedri, cvetovi mnogobrojni, jarkijih boja, plodovi krupniji sočni.
Organski otpad na gomili se veoma brzo razlaže i ne proizvodi nikakve neprijatne mirise.
Kalifornijska glista je veoma dobar mamac za ribu.

 

Autor: Radivoje Bulatović

LIriodendron – diplomski rad

Za sve ljubitelje ovog divnog drveta, Jelena Banović, diplomirani inženjer pejzažne arhitekture i hortikulture, podelila je sa nama svoja saznanja. U diplomskom radu vrlo detaljno govori o proizvodnji liriodendrona, kao i o problemima dormantnosti i velikom broju šturog semena kod ove vrste. LIRIODENDRON- Dipl. rad Jelena Banovic

Preuzimanje